Avis du 09/10/25 relatif aux méthodes d'échantillonnage, de traitement et d'analyse des échantillons à utiliser dans le domaine de la surveillance de l'état écologique et chimique des eaux de surface

(JO n° 237 du 9 octobre 2025)

NOR : TECL2520489V

Cet avis annule et remplace l'avis (NOR : TREL2201737V) ayant le même objet publié au Journal officiel du 11 mai 2022.

Pour l'application de l'arrêté du 25 janvier 2010 modifié établissant le programme de surveillance de l'état des eaux en application de l'article R. 212-22 du code de l'environnement, et conformément à ses articles 4 et 7 et son annexe IV, les méthodes d'échantillonnage, de traitement et d'analyse des échantillons à utiliser sont les suivantes :

1. Pour les cours d'eau

1.1. Eléments biologiques

1.1.1. Phytoplancton

1.1.1.1. Méthode ou principes applicables en métropole

Méthode ou principes d'échantillonnage :
- norme XP T90-719 Septembre 2017 : Qualité de l'eau - échantillonnage du phytoplancton dans les eaux intérieures.

Méthodes ou principes de traitement et d'analyse des échantillons :
- norme NF EN 1524 Décembre 2006 : Qualité de l'eau - Norme guide pour le dénombrement du phytoplancton par microscopie inversée (méthode Utermöhl) ;
- l'application de cette norme doit être complétée par la mise en œuvre des prescriptions du mode opératoire détaillées dans le chapitre « 5 - analyse du phytoplancton » du protocole standardisé d'échantillonnage, de conservation, d'observation et de dénombrement du phytoplancton en plan d'eau pour la mise en œuvre de la DCE en plan d'eau (version 3.3.1) (cf. paragraphe 2.1.1).

1.1.1.2. Méthode ou principes applicables en Guyane

Méthode ou principes d'échantillonnage :
- norme XP T90-719 Septembre 2017 : Qualité de l'eau - échantillonnage du phytoplancton dans les eaux intérieures.

Méthodes ou principes de traitement et d'analyse des échantillons :
- norme NF EN 1524 Décembre 2006. Qualité de l'eau - Norme guide pour le dénombrement du phytoplancton par microscopie inversée (méthode Utermöhl) ;
- l'application de cette norme doit être complétée par la mise en œuvre des prescriptions du mode opératoire détaillées dans le chapitre « 5 - analyse du phytoplancton » du protocole standardisé d'échantillonnage, de conservation, d'observation et de dénombrement du phytoplancton en plan d'eau pour la mise en œuvre de la DCE en plan d'eau (version 3.3.1) (cf. paragraphe 2.1.1).

1.1.2. Phytobenthos : diatomées

1.1.2.1. Méthodes ou principes applicables en métropole

Méthode ou principes d'échantillonnage, de traitement et d'analyse des échantillons :
- norme NF T90-354 Avril 2016 : Qualité de l'eau - échantillonnage, traitement et analyse de diatomées benthiques en cours d'eau et canaux.

1.1.2.2. Méthodes ou principes applicables en Guadeloupe et en Martinique

Méthode ou principes d'échantillonnage, de traitement et d'analyse des échantillons :
- guide méthodologique pour la mise en œuvre d'indices biologiques en outre-mer - l'indice diatomique Antillais (IDA).

1.1.2.3. Méthodes ou principes applicables à La Réunion

1.1.2.4. Méthodes ou principes applicables à Mayotte

Méthode ou principes d'échantillonnage, de traitement et d'analyse des échantillons :
- guide pour la mise en œuvre d'indices biologiques en outre-mer - les indices diatomées Mayotte IDMsp/IDMtrai ;
- norme NF T90-354 Avril 2016 : Qualité de l'eau - échantillonnage, traitement et analyse de diatomées benthiques en cours d'eau et canaux ;
- compte-tenu des spécificités de l'environnement tropical insulaire et du peuplement diatomique de Mayotte, des adaptations du protocole d'échantillonnage sont nécessaires (nature du support, surface à échantillonner…).

1.1.2.5. Méthodes ou principes applicables en Guyane

Méthode ou principes d'échantillonnage, de traitement et d'analyse des échantillons :

- François Delmas, Anne Eulin, David Carayon, Sébastien Boutry, Julian Frédérick, et al. Guide pour la mise en œuvre d'indices biologiques en outre-mer : L'indice diatomique de Guyane Française (IDGF). INRAE ; OFB, Office Français de la Biodiversité ; Office de l'eau Guyane ; Hydreco ; Préfecture de région Guyane. 2023. hal-04422356 ;
- norme NF T90-354 Avril 2016 : Qualité de l'eau - échantillonnage, traitement et analyse de diatomées benthiques en cours d'eau et canaux ;
- compte-tenu des spécificités de l'environnement tropical insulaire et du peuplement diatomique de Guyane, des adaptations du protocole d'échantillonnage sont nécessaires (nature du support, surface à échantillonner…).

1.1.3. Macrophytes : angiospermes, bryophytes ptéridophytes et macro-algues

La définition du protocole est uniquement applicable en métropole. Cet élément de qualité biologique est jugé non pertinent pour les DOM.

Méthode ou principes d'échantillonnage, de traitement et d'analyse des échantillons :
- norme NF T90-395 Octobre 2003 : Qualité de l'eau - détermination de l'indice biologique macrophytique en rivière (IBMR).

1.1.4. Faune benthique invertébrée

1.1.4.1. Méthodes ou principes applicables en métropole

Cas des cours d'eau peu profonds

Méthode ou principes d'échantillonnage :
- norme française : NF T90-333 Septembre 2016 : Qualité de l'eau - Prélèvement des macro-invertébrés aquatiques en rivières peu profondes ;
- guide d'application : FD T90-733 Août 2017 Qualité de l'eau - Guide d'application de la norme NF T90-333 : 2016 ;
- guide d'application FD T90-734 « Aide à l'application de la NF T90-333 : 2016 (Prélèvement des macro-invertébrés aquatiques en rivières peu profondes), dans le millésime de sa première parution.

Méthode ou principes de traitement et d'analyse des échantillons :
- norme NF T90-388 Décembre 2020 : Qualité de l'eau - Analyse d'échantillons contenant des macro-invertébrés de cours d'eau, canaux et plans d'eau ;
- guide d'application : GA T90-788 Mars 2015 : Qualité de l'eau - Guide d'application de la norme expérimentale XP T90-388 (traitement au laboratoire d'échantillons contenant des macro-invertébrés de cours d'eau) (dans l'attente de la version révisée de ce guide suite à l'homologation de la norme NF T90-388 : 2020).

Cas des cours d'eau profonds et canaux

Méthode ou principes d'échantillonnage :
- norme XP T90-337 Mars 2019 : Qualité de l'eau - Prélèvements des macro-invertébrés aquatiques en rivières profondes et canaux.

1.1.4.2. Méthodes ou principes applicables en Guadeloupe et en Martinique

1.1.4.3. Méthodes ou principes applicables à La Réunion

Méthode ou principes d'échantillonnage, de traitement et d'analyse des échantillons :
- guide méthodologique de mise en œuvre d'indices biologiques en outre-mer - l'indice Réunion macro-invertébrés - IRM (dès parution).

1.1.4.4. Méthodes ou principes applicables à Mayotte

Méthodes ou principes d'échantillonnage :
- Nathalie J Mary, Albin Meyer, Houviez Lucie, Gomez Livia, Usseglio-Polatera Philippe. Guide pour la mise en œuvre d'indices biologiques en Outre-Mer : L'indice invertébrés multimétrique I2M2-MAYOTTE. ETHYCO ; LIEC Université de Lorraine ; INRAE - EABX ; OFB, Office Français de la Biodiversité. 2023. hal-04369661 ;
- norme NF T90-333 Septembre 2016 : Qualité de l'eau - Prélèvement des macro-invertébrés aquatiques en rivières peu profondes ;
- protocole à adapter en fonction des spécificités de l'environnement étudié.

1.1.4.5. Méthodes ou principes applicables en Guyane

Méthode ou principe d'échantillonnage, de traitement et d'analyse des échantillons :
- guide méthodologique pour la mise en œuvre d'indices biologiques en outre-mer - Guyane-élément de qualité macroinvertébrés (dès parution).

1.1.5. Ichtyofaune (et macro-crustacés pour les DOM insulaires)

1.1.5.1. Méthodes ou principes applicables en métropole

Méthode ou principes d'échantillonnage :
- partie échantillonnage de la norme XP T90-383 Mai 2008 : échantillonnage des poissons à l'électricité dans le cadre des réseaux de suivi des peuplements de poissons en lien avec la qualité des cours d'eau ; en particulier les chapitres 4, 6 et 7 de la norme.

Méthodes ou principes de traitement et d'analyse des échantillons :
- niveau de détermination : espèce (réf. : Keith P., Persat H., Feunteun E., Allardi J. [coords], 2011. Les poissons d'eau douce de France. Biotope, Mèze ; Museum national d'histoire naturelle, Paris [collection Inventaires et biodiversité], 552 p.) ;
- biométrie - Partie analyse de la norme XP T90-383 Mai 2008 : échantillonnage des poissons à l'électricité dans le cadre des réseaux de suivi des peuplements de poissons en lien avec la qualité des cours d'eau ; en particulier le chapitre 8.1 de la norme ;
- norme NF T90-344 Juillet 2011 : Qualité de l'eau - Détermination de l'indice poisson rivière (IPR).

1.1.5.2. Méthodes ou principes applicables en Guadeloupe et Martinique

Dans l'attente de la finalisation du protocole de type « EPA » développé dans le cadre d'un projet de recherche, les protocoles d'échantillonnage et d'analyse compatibles DCE de métropole seront à adapter au mieux aux cas antillais.

Méthode ou principes d'échantillonnage recommandés :
- partie échantillonnage de la norme XP T90-383 Mai 2008 : échantillonnage des poissons à l'électricité dans le cadre des réseaux de suivi des peuplements de poissons en lien avec la qualité des cours d'eau ; en particulier les chapitres 4, 6 et 7 de la norme.

1.1.5.3. Méthodes ou principes applicables à La Réunion

Méthode ou principes d'échantillonnage :
- guide méthodologique pour la mise en œuvre d'indices biologiques en outre-mer - l'indice Réunion poissons - IRP (dès parution).

Méthode ou principes de traitement et d'analyse des échantillons :
- Keith, P., G. Marquet, P. Valade, P. Bosc, and E. Vigneux. 2006. Atlas des poissons et des crustacés d'eau douce des Comores, Mascareignes et Seychelles, Muséum national d'histoire naturelle, Paris, Collection Patrimoines Naturels, 65 p.

1.1.5.4. Méthodes ou principes applicables à Mayotte

Dans l'attente de la définition d'un indice de bioindication de la qualité de l'eau propre aux cours d'eau mahorais à partir des poissons, les protocoles d'échantillonnage et d'analyse compatibles DCE de métropole seront à adapter au mieux au cas mahorais.

Méthode ou principes de traitement et d'analyse des échantillons :
- biométrie - Partie analyse de la norme XP T90-383 Mai 2008 : échantillonnage des poissons à l'électricité dans le cadre des réseaux de suivi des peuplements de poissons en lien avec la qualité des cours d'eau ; en particulier le chapitre 8.1 de la norme ;
- niveau de détermination : espèce (réf. : Keith P., Marquet G., Valade P., Bosc P., Vigneux E. 2006. Atlas des poissons et des crustacés d'eau douce des Comores, Mascareignes et Seychelles. Muséum national d'histoire naturelle, Paris. Patrimoines naturels, 250 p.).

1.1.5.6. Méthodes ou principes applicables en Guyane (poissons uniquement)

Guide méthodologique pour la mise en œuvre d'indices biologiques en outre-mer - l'indice poissons Guyane global - IPG-global (dès parution).

Niveau de détermination : espèce (réf. : Planquette, P., Keith, P., Le Bail, P.Y. - 1996 - Atlas des poissons d'eau douce de Guyane. Tome 1. Collection du patrimoine naturelle, Paris, 429p./Keith, P., Le Bail, P.Y., Planquette, P. - 2000 - Atlas des poissons d'eau douce de Guyane. Tome 2. Fascicule 1. Collection du patrimoine naturelle, Paris, 286p./Le Bail, P.Y., Keith, P., Planquette, P. - 2000 - Atlas des poissons d'eau douce de Guyane. Tome 2. Fascicule 2. Collection du patrimoine naturelle, Paris, 307 p.)

1.2. Eléments physico-chimiques et chimiques

Méthode ou principes d'échantillonnage, de traitement et d'analyse des échantillons :

Pour tous les paramètres, conformément au guide pour la demande de prestation d'échantillonnage et d'analyse physico-chimique dans le cadre de la surveillance DCE publié par le ministère de la Transition écologique et solidaire, dans sa version la plus récente.

En cas d'absence d'information sur une matrice ou des paramètres donnés, la réalisation des mesures (échantillonnage, traitement des échantillons, transport et analyse) s'appuiera, dans la mesure du possible, sur le guide des recommandations techniques d'Aquaref dans sa version la plus récente.

1.3. Eléments hydromorphologiques

1.3.1. Régime hydrologique

La surveillance peut être initiée en s'appuyant sur le référentiel de mesure des débits suivants :
- réseau de mesures national HYDRO ; ministère de l'environnement, de l'énergie et de la mer, 2017. Charte qualité de l'hydrométrie - Guide des bonnes pratiques. France, 83 p. ( https://www.eaufrance.fr/sites/default/files/documents/pdf/Schapi_Chart….)

D'autres outils peuvent permettre de comprendre les régimes hydrologiques non influencés de certains sites où il n'existe pas de mesures :
- reconstitution des chroniques hydrologiques journalières - Méthode de simulation de débits en site non jaugé développée par l'Irstea ( http://carmen.carmencarto.fr/66/AFB_Reconstitution-chroniques-hydrologi…) et fichier d'avertissement sur les limites des reconstitutions à lire avant utilisation.

Des mises à jour régulières de la plateforme sont envisagées afin d'y intégrer les données les plus récentes.

1.3.2. Continuité de la rivière

La surveillance peut être initiée en s'appuyant sur l'exploitation du Référentiel des obstacles à l'écoulement (ROE) et la méthode de recueils d'Informations sur la continuité écologique (ICE), laquelle portent sur l'évaluation des continuités pour l'ichtyofaune et la carcinofaune à la montaison au niveau de chaque obstacle.

Le ROE permet de recenser les ouvrages faisant obstacles à l'écoulement des eaux et de calculer des indicateurs de pression liés à ces aménagements, notamment dans le cadre du dispositif PRHYMO (Plateforme Pressions et Risques d'impacts HYdroMOrphologiques).

La méthode ICE et ses déclinaisons par grand territoire (Hexagone, Guadeloupe, Guyane, La Réunion, Martinique, Mayotte) permettent d'évaluer les problématiques de montaison de l'ichtyofaune et de la carcinofaune par groupe d'espèces, et au niveau de chaque obstacle, suivant des classes de franchissabilité comprises entre 0 et 1. S'agissant de la dévalaison, au regard de la complexité des mécanismes biologiques et de la nécessité de disposer d'une bonne connaissance de l'hydrologie du cours d'eau, aucune méthode d'évaluation par un indicateur n'existe. ICE se propose toutefois de recueillir les éléments caractéristiques de l'ouvrage, indispensables à la consolidation de l'expertise pour l'appréhension de ces impacts.

Guides de référence :

Pour le Référentiel des Obstacles à l'Ecoulement (ROE)
- Sandre (2012). Présentation générale des données : Obstacles à l'écoulement (version 1.1). Service d'administration nationale des données et référentiels sur l'eau, ministère de l'environnement. 80 pages ;
- Sandre (2014). Dictionnaire de données : Description des ouvrages faisant obstacle à l'écoulement (version : 1.2). Service d'administration nationale des données et référentiels sur l'eau, ministère de l'environnement. 80 pages ;
- Sandre (2014). Scénario d'échanges de données géographiques : Diffusion du référentiel des obstacles à l'écoulement aux formats géographiques (version : 1.0). Service d'administration nationale des données et référentiels sur l'eau, ministère de l'environnement. 34 pages.

Pour la méthode de recueil d'Informations sur la Continuité Ecologique (ICE)
- Baudoin J.M., Burgun V., Chanseau M. , Larinier M. , Ovidio M. , Sremski W., Steinbach P., Voegtlé B., 2014. Évaluer le franchissement des obstacles par les poissons. Principes et méthodes. Onema. 200 pages ;
- Burgun V., Chanseau M. , Kreutzenberger K. (Coord.), Marty V., Pénil C., Tual M. , Voegtlé B., 2015. ICE. Informations sur la continuité écologique. Protocole de terrain pour l'acquisition des données. Onema. Collection Guides et Protocoles, 84 pages ;
- Kreutzenberger K., Sagnes P., Valade P. et Voegtlé B., 2019. Evaluer le franchissement des obstacles par les poissons et les macro-crustacés dans les départements insulaires ultramarins. Principes et méthode. Agence française pour la biodiversité. Collection Comprendre pour agir. 176 pages ;
- Kreutzenberger K., Voegtlé B., Le Bail P-Y., Valade P., Sagnes P., 2026. Evaluer le franchissement des obstacles par les poissons et les macro-crustacés en Guyane. Principes et méthode. Office français de la biodiversité. Collection Comprendre pour agir. A paraître ;
- page d'accès libre aux ressources des programmes ROE et ICE : https://professionnels.ofb.fr/fr/node/387 ;
- page d'accès libre aux données validées du programme ROE : https://www.sandre.eaufrance.fr/atlas/srv/fre/catalog.search#/metadata/… ;
- page d'accès restreinte au Géoréférenceur des ouvrages faisant obstacles à l'écoulement (GEOBS), renseignant les données brutes des programmes ROE et ICE : https://geobs.eaufrance.fr/

Pour la Plateforme Pressions et Risques d'impacts HYdroMOrphologiques (PRHYMO)

Rapport méthodologique

Grosprêtre L., Kreutzenberger K., 2024. Plateforme Pressions et Risques d'impacts HYdroMOrphologiques (PRHYMO) : rapport méthodologique. Dynamique hydro et Office français de la biodiversité, juin 2024.
Jeu de données

Grosprêtre L., Despres D., Ribot N., Valette L., Piffady J., Kreutzenberger K., 2024. Plateforme Pressions et Risques d'impacts HYdroMOrphologiques (PRHYMO) : données et résultats. Version 062024.1.2, juin 2024. Office français de la biodiversité - Dynamique hydro - Neogeo Technologies - Geospatial Solutions - Institut national de recherche pour l'agriculture, l'alimentation et l'environnement.

1.3.3. Conditions morphologiques

La méthode de Caractérisation de l'hydromorphologie des cours d'eau (CARHYCE) est mise en œuvre. Elle permet, par des mesures standardisées sur les cours d'eau, de reconstituer leurs morphologies, de calculer les paramètres de géométrie au jour d'acquisition et à plein bord mais aussi les paramètres relatifs à leur dynamique et à la diversité des formes du lit, ainsi que de caractériser les sédiments ou encore la ripisylve. Le traitement des données collectées par le protocole de terrain éponyme permet une estimation du niveau d'altération des paramètres de fonctionnement du cours d'eau au travers de différents indicateurs (IMG, IHC, indicateurs plus contextuels sur la structure de la ripisylve ou sur la composition des sédiments, etc.) (voir documents de référence ci-après).

Le déploiement du programme CARHYCE se fait essentiellement sur les cours d'eau prospectables à pied. Ce programme bénéficie depuis 2023 d'une extension en recherche et développement visant à produire d'ici 2027 une couverture élargie par la télédétection au maximum de linéaires hydrographiques pourvus d'une station DCE (programme TELHYMOC : Télédétection et automatisation de la surveillance et de l'évaluation hydromorphologiques DCE en association du référentiel d'analyse diagnostic CARHYCE ; OFB/CNRS (LGP-LADYSS)/Universités Paris 1 Panthéon-Sorbonne et Paris-Est Créteil).

En complément de CARHYCE, pour les stations du réseau de contrôle opérationnel, le protocole d'Audit rapide de l'hydromorphologie des cours d'eau (AURAH-CE) peut être mis en œuvre, afin d'affiner le diagnostic (voir annexe X de l'arrêté du 25 janvier 2010 modifié établissant le programme de surveillance de l'état des eaux). L'objet de ce protocole est de relever, de façon homogène, les pressions/altérations qui ne peuvent pas être détectées par l'analyse des grandes bases de données géographiques nationales (e.g., travaux de recalibrage ou de curage du lit mineur, présence de digues dans le lit majeur, présence de protections de berges, modification des successions naturelles de faciès d'écoulement, colmatage minéral du fond du lit, incision du lit mineur, etc.). Le protocole est basé sur une prospection des stations à pied, il est donc conseillé de ne pas l'appliquer sur les rivières trop larges/profondes. L'échantillonnage doit se limiter aux cours d'eau de rang de Strahler 4 ou inférieur. Même au sein de ces rivières, le jugement du caractère prospectable ou non de la station est laissé aux opérateurs de terrain, notamment en fonction des conditions hydrologiques. Il n'est pas envisageable de prospecter l'intégralité des cours d'eau du territoire national à pied. La démarche AURAH-CE repose donc sur un échantillonnage de stations aléatoirement réparties sur le linéaire de masses d'eau. Les pressions/altérations recueillies peuvent ensuite être extrapolées régionalement en fonction du contexte naturel (Hydroécorégion, type de cours d'eau) et anthropique (occupation du sol par exemple).

Guides et rapports de référence :

Pour la méthode de caractérisation de l'hydromorphologie des cours d'eau (CARHYCE)
- Baudoin J-M., Boutet-Berry L., Cagnant M., Gob F., Kreutzenberger K. (Coord.), Lamand J-M., Malavoi J-R., Marmonier P., Pénil C., Rivière C., Sadot M. , Tamisier V., Tual M. , 2017. Carhyce. Protocole de recueil de données hydromorphologiques à l'échelle de la station sur les cours d'eau prospectables à pied. Agence française pour la biodiversité, 52 pages ;
- Gob F., Bilodeau C., Thommeret N., Belliard J., Albert M-B., Tamisier V., Baudoin J-M., Kreutzenberger K., 2014. « Un outil de caractérisation hydromorphologique des cours d'eau pour l'application de la DCE en France (CARHYCE) », Géomorphologie : relief, processus, environnement, vol. 20 - n° 1 | 2014, 57-72 ;
- Gob F., Bilodeau C., Thommeret N., Tamisier V., Belliard J., Albert M. -B., 2015. Vers la construction d'indicateurs hydromorphologiques soutenant la biologie à partir de la base de données nationale CARHYCE. Rapport scientifique CNRS (LGP-LADYSS)/Université de Paris Panthéon-Sorbonne/ESGT/Irstea/AFB, 71 p ;
- Gob F., Thommeret N., Bilodeau C., Fraudin C. et Kreutzenberger K., 2021. Carhyce : Consolidation scientifique des connaissances et des modèles d'évaluation pour la caractérisation hydromorphologique des cours d'eau de métropole et d'Outre-mer. Rapport scientifique CNRS (LGP-LADYSS)/Université Paris 1 Panthéon Sorbonne/ESGT/OFB, 75 pages + annexes ;
- Gob F., Thommeret N., Guéguen J., Bilodeau C., Hamadouche P., Rivière R., Kreutzenberger K., 2025. Indicateur hydromorphologique résultant de la méthode Carhyce ou IHC : pour l'évaluation intégratrice et multiparamètres du fonctionnement physique des cours d'eau. Rapport scientifique et technique final, OFB/CNRS (LGP-LADYSS)/Universités Paris 1 Panthéon-Sorbonne et Paris-Est Créteil. A paraitre ;
- Sandre (2017). Processus d'acquisition des données hydromorphologiques des cours d'eau (version 1.0). Service d'administration nationale des données et référentiels sur l'eau, Ministère de l'environnement. 47 pages ;
- Tamisier V., Gob F., Bilodeau C. et Thommeret N., 2017. Caractérisation hydromorphologique des cours d'eau français (Carhyce). Valorisation des données Carhyce pour la construction d'un outil d'aide à la gestion des cours d'eau. Rapport scientifique CNRS (LGP-LADYSS)/Université de Paris Panthéon-Sorbonne/ESGT/AFB, 142 p. ;
- Tamisier V., Raufaste S., Gob F., Thommeret N. et Bilodeau C., 2017. Caractérisation hydromorphologique des cours d'eau français d'outremer (Carhyce). Spécificités, modalités d'application et valorisation des données Carhyce pour la construction d'un outil d'aide à la gestion des cours d'eau. Rapport scientifique CNRS (LGP-LADYSS)/Université de Paris Panthéon-Sorbonne/ESGT/AFB, 128 p. ;
- page d'accès libre aux ressources du programme CARHYCE : https://professionnels.ofb.fr/fr/node/386 ;
- page d'accès restreinte aux données brutes du programme CARHYCE : https://carhyce.eaufrance.fr/ ;
- page d'accès libre à l'Interface d'exploitation des données CARHYCE (IED CARHYCE) : https://analytics.huma-num.fr/ied_carhyce/

Pour le protocole d'Audit rapide de l'hydromorphologie des cours d'eau (AURAH-CE)
- ONEMA 2013. Protocole d'audit rapide de l'hydromorphologie des cours d'eau (AURAH-CE). Guide, 46 p.

2. Pour les plans d'eau

2.1. Eléments biologiques

2.1.1. Phytoplancton

Méthode ou principes d'échantillonnage :
- norme XP T90-719 Septembre 2017 : Qualité de l'eau - échantillonnage du phytoplancton dans les eaux intérieures.

Méthode ou principe de traitement et d'analyse des échantillons :
- norme NF EN 1524 Décembre 2006. Qualité de l'eau - Norme guide pour le dénombrement du phytoplancton par microscopie inversée (méthode Utermöhl) ;
- protocole standardisé d'échantillonnage, de conservation, d'observation et de dénombrement du phytoplancton en plan d'eau pour la mise en œuvre de la DCE en plan d'eau (version 3.3.1).

2.1.2. Macrophytes (angiospermes, macro-algues, bryophytes)

Méthode ou principes d'échantillonnage :
- norme NF T90-328 Avril 2022 : Qualité de l'eau - Echantillonnage des communautés de macrophytes en plans d'eau ;
- guide d'application : FD T90-728 Septembre 2024 - Aide à l'application de la norme NF T90-328.

Méthode ou principes de traitement et d'analyse des échantillons :
- norme NF T90-328 Avril 2022 : Qualité de l'eau - Echantillonnage des communautés de macrophytes en plans d'eau ;
- guide d'application : FD T90-728 Septembre 2024 - Aide à l'application de la norme NF T90-328.

2.1.3. Faune benthique invertébrée

Méthode ou principes d'échantillonnage, de traitement et d'analyse des échantillons :
- Dedieu, N. & Verneaux, V. Indice Macroinvertébrés Lacustres (IML) - Guide technique - Notice d'application et de calcul - avril 2022 ;
- Dedieu, N. & Verneaux, V. Indice Macroinvertébrés Lacustres (IML) - Guide technique - Notice d'application et de calcul et annexes - avril 2022.

2.1.4. Ichtyofaune

Méthode ou principes d'échantillonnage :
- norme NF EN 14757 Juillet 2015. Qualité de l'eau - échantillonnage des poissons à l'aide de filets maillants.

Méthode ou principes de traitement et d'analyse des échantillons :
- norme NF EN 14757 Juillet 2015. Qualité de l'eau - échantillonnage des poissons à l'aide de filets maillants.

2.1.5. Diatomées

Méthode ou principes d'échantillonnage :
- INRAE, 2023. Echantillonnage des communautés de phytobenthos en plan d'eau, 7 p.

Méthode ou principes de traitement et d'analyse des échantillons :
- norme NF T90-354 Avril 2016 : Qualité de l'eau - échantillonnage, traitement et analyse de diatomées benthiques en cours d'eau et canaux.

2.1.6. Cas des outre-mer

En outre-mer, à ce stade des connaissances, seule la méthodologie d'échantillonnage du phytoplancton est transposable. La fréquence de suivi préconisée dans la méthodologie reste à consolider. La pertinence des autres éléments de qualité biologique et de leurs protocoles d'échantillonnage devra être précisée. L'OFB proposera (en lien avec le pôle recherche et développement Écosystèmes lacustres (Écla) OFB-INRAE-Université Savoie-Mont-Blanc) une méthodologie d'acquisition de données afin de pouvoir qualifier le bon état ou le bon potentiel à dire d'expert.

2.2. Eléments physico-chimiques et chimiques

Méthode ou principes d'échantillonnage, de traitement et d'analyse des échantillons :

2.3. Eléments hydromorphologiques

2.3.1. Régime hydrologique

A ce jour, il n'existe pas de méthodes standardisées pour la surveillance des paramètres hydrologiques des plans d'eau. Ces données sont globalement déficitaires, ce qui engendre une surveillance et une évaluation incomplète des paramètres hydromorphologiques. Pour les écosystèmes dotés d'une gestion hydraulique contrôlée, il est a minima nécessaire de rechercher les chroniques disponibles (sur le plan de gestion considéré) auprès des gestionnaires locaux, en particulier pour :
- le suivi des variations de niveaux d'eau (amplitude et dynamique du marnage) ;
- le suivi des débits entrants et sortants (si dispositif de suivi existant).

Les données disponibles doivent être transmises sous format numérique au pôle recherche et développement Écosystèmes lacustres (Écla) OFB-INRAE-Université Savoie-Mont Blanc pour être bancarisées dans la base nationale plans d'eau.

2.3.2. Conditions morphologiques

Les protocoles développés et standardisés, à utiliser pour recueillir les données des réseaux de contrôle concernant les conditions morphologiques des plans d'eau sont listés ci-dessous. Ces méthodes sont applicables aux DOM.
ALBER = Protocole de terrain consacré à la caractérisation des altérations des berges des plans d'eau.
Norme NF T90-714 Août 2023 : Qualité de l'eau - Qualité des milieux - Caractérisation des altérations des berges de plans d'eau.

Guides de référence :
Reynaud et al., 2020. Protocole de recueil de données hydromorphologiques en plan d'eau. Rapport du pôle OFB-INRAE, 42 p. (ou toute version plus récente de ce guide).
CHARLI = Protocole de terrain consacré à la caractérisation des habitats des rives et du littoral des plans d'eau.
Norme NF T90-718 Août 2023 Qualité de l'eau - Qualité des milieux - Caractérisation des habitats des rives et du littoral des plans d'eau.

Guides de référence :
Reynaud et al., 2020. Protocole de recueil de données hydromorphologiques en plan d'eau. Rapport du pôle OFB-INRAE, 42 p. (ou toute version plus récente de ce guide).
BATHYMETRIE = Protocole de terrain d'analyse bathymétrique de la forme et des variations de profondeur du plan d'eau. La bathymétrie constitue une donnée initiale et doit être réactualisée dès lors que l'on se trouve dans des systèmes très évolutifs (facteurs naturels ou anthropiques). Cette caractéristique sera appréciée à dire d'expert par les directions régionales de l'OFB.

Guide de référence :
Alleaume et al., 2010. Bathymétrie des plans d'eau. Protocole d'échantillonnage et descripteurs morphométriques. Rapport du pôle ONEMA/CEMAGREF, 24 p.
SEDIMENTS = Protocole de terrain de caractérisation des sédiments des fonds lacustres par hydroacoustique. Le type et la répartition du substrat des fonds lacustres constituent une donnée qui pourra être initiée puis réactualisée dès lors que l'on se trouve dans des systèmes très évolutifs (facteurs naturels ou anthropiques générant une accélération des dépôts sédimentaires et le vieillissement prématuré des plans d'eau : apports de fines, eutrophisation, etc.). Cette caractéristique sera appréciée à dire d'expert par les directions régionales de l'OFB. Les relevés peuvent être réalisés de manière simultanée avec le protocole de relevé bathymétrique, dès lors que le matériel le permet.

Guides de référence :
Mouget et al., 2018. Caractérisation des fonds lacustres par hydroacoustique : Une nouvelle méthode opérationnelle pour la surveillance environnementale. Cahier des techniques de l'INRA, 92, 1-10.
Mouget et al., 2017. Protocole d'utilisation du système RoxAnn© pour la classification des fonds lacustres. Rapport INRA/Pôle AFB-Irstea, 49 p.

3. Pour les eaux littorales (1)

3.1. Eléments biologiques

3.1.1. Phytoplancton

Protocole d'échantillonnage

Localisation du prélèvement : le prélèvement est effectué en sub-surface (0-1m) et :
- pour les eaux côtières de Manche et d'Atlantique, de préférence en dehors de la zone estran, à pleine mer plus ou moins deux heures ;
- pour les eaux côtières de Méditerranée, de préférence dans la matinée ou en milieu de journée, et hors influence directe de sources de perturbation ;
- pour les eaux côtières de Guadeloupe, de préférence dans la matinée ;
- pour les eaux côtières de Guyane ;
- pour les eaux de La Réunion et de Mayotte, les périodes et les fréquences ainsi que les horaires et les niveaux sont adaptés. L'ensemble est décrit dans le fascicule cité en référence ;
- pour les lagunes méditerranéennes, de préférence dans la matinée ou en milieu de journée et hors période de vent ;
- pour les eaux de transition estuariennes, uniquement dans les estuaires non turbides, à pleine mer plus ou moins deux heures.

Mode de prélèvement et de conservation : eau brute prélevée à l'aide d'une bouteille de prélèvement de type Niskin (Daniel, 2009).

Indicateurs et paramètres :

L'indicateur phytoplancton (EQB) est composé de 3 indices :
- IB (indice de biomasse), calculé à partir de la concentration en chlorophylle-a du phytoplancton retenu par un filtre GF/F de 0.7 µm de maille ;
- IA (indice d'abondance), calculé comme un pourcentage de blooms acceptables sur la période de gestion (grilles). Ces blooms sont considérés éligibles si les abondances d'un taxon dépassant des seuils définis pour les fractions micro- et nanophytoplanctoniques selon la masse d'eau et la région étudiée. Ce sont donc, les identifications et dénombrements phytoplanctoniques qui serviront à bâtir l'indice IA. Le microscope optique est utilisé pour les fractions micro- et nanophytoplanctoniques, si ces dernières sont en colonie, ou par la méthode de cytométrie en flux pour le pico- et nanophytoplancton dans le cas des lagunes et eaux oligotrophes ;
- IC (indice de composition). Non défini encore par l'UE ni par les Etats membres. Il pourrait être calculé à partir des identifications et dénombrements phytoplanctoniques, mais présente l'inconvénient que la fraction picophytoplanctonique et une part du nanophytoplancton échappent à l'identification par microscopie optique. Une alternative a été présentée avec les pigments obtenus par chromatographie liquide (HPLC). Voir Lampert (2017).

Note. Pour La Réunion et Mayotte, l'indicateur ne s'appuie que sur l'indice de biomasse. Des paramètres complémentaires sont acquis pour constituer une base de connaissances pour définir d'éventuels d'autres indices. Ils sont acquis sur des échantillons d'eau brute et de traits de filets et font appel à des analyses au microscope, en cytométrie en flux et pigmentaires par chromatographie liquide haute performance (HPLC).

Méthodes d'analyse :

Les paramètres mesurés sont la biomasse chlorophyllienne (chlorophylle-a), et l'identification et dénombrement des taxons de la fraction microphytoplanctonique et du nanophytoplancton colonial (flores totales et/ou indicatrices). Dans le cas des lagunes et des eaux oligotrophes ultra-marines, la cytométrie en flux permettra de dénombres le pico- et nanophytoplancton en quelques groupes fonctionnels.

La concentration en chlorophylle-a peut être déterminée après filtration et extraction à l'aide de 3 techniques :
- la méthode spectrophotométrique (Aminot et Kérouel, 2004) ;
- la méthode fluorimétrique (Aminot et Kérouel, 2004) ;
- la méthode chromatographique HPLC (van Heukelem and Thomas, 2001 ; Wright et al., 1991 ; Zapata et al., 2000).

Les résultats sont exprimés en microgramme par litre d'eau brute.

Dans l'état d'avancement technologique actuel, les mesures de chlorophylle-a obtenues à l'aide de capteurs de fluorescence in vivo sont des mesures semi-quantitatives qui ne peuvent pas être interprétées avec la même grille de lecture que les mesures réalisées au laboratoire avec les méthodes décrites ci-dessus.

Par contre, dans la mesure où l'équivalence des résultats a été démontrée, il est possible d'utiliser les images satellites pour l'évaluation de la chlorophylle-a en masse d'eau côtière.

Abondances phytoplanctoniques :

L'identification et le dénombrement des cellules des fractions micro- et nanophytoplanctoniques (ces dernières en colonie) [flores totales et/ou indicatrices] sont effectués sous microscope inversé selon la méthode d'Uthermöhl (1958). Les procédures sont décrites dans la norme NF EN 1524 Décembre 2006. L'identification se fait au plus précis, espèce ou genre si possible, sinon à un niveau taxonomique supérieur (famille, voire classe). Les résultats sont exprimés en nombre de cellules par litre d'eau brute.

Par cytométrie de flux, c'est la méthode décrite par Sieburth et al. (1978) qui devra être utilisée. Les résultats sont exprimés en nombre de cellules par litre d'eau brute.

Paramètres biologiques (selon l'annexe V de la DCE) et métriques (selon le Guide REEEL 2018 - Guide relatif aux règles d'évaluation de l'état des eaux littorales (eaux côtières et eaux de transition) dans le cadre de la DCE) :

Masses d'eaux côtières et de transition les ME de Manche et Atlantique et pour les ME méditerranéennes de type delta :

Les paramètres biologiques à prendre en compte pour l'évaluation écologique sont les suivants : - composition et abondance des taxa phytoplanctoniques ; - biomasse ; - fréquence et intensité de l'efflorescence planctonique.
Métrique 1 - Biomasse : Percentile 90 des mesures de chlorophylle-a sur six ans, en µg/l de chl-a. Métrique 2 - Abondance : % d'échantillons d'eau avec bloom d'un taxon unique, sur six ans. Un bloom est défini par un nombre de cellules/L > 100 000 (grandes cellules > 20 µm) ou > 250 000 (petites cellules < 20 µm). Le taxon est l'espèce lorsqu'il est possible d'identifier, sinon il s'agit du genre. La métrique pour l'indicateur intégré phytoplancton correspond à la moyenne des EQR des deux indices biomasse et abondance.

Lagunes méditerranéennes (Lagunes Poly-euhalines) :

Paramètres biologiques (selon l'Annexe V de la DCE)

Métriques

Métrique 1. Biomasse phytoplanctonique (percentile 90 sur 6 ans en μg/L de chlorophylle a).

Métrique 2. Densité de nano-phytoplancton (> 3 μm) (percentile 90 sur 6 ans du nombre de cellules/L >3 μM).

Métrique 3. Densité de pico-phytoplancton (< 3 μM) (percentile 90 sur 6 ans du nombre de cellules/L <3 μM).

Références

Aminot A. et Kérouel R. (2004). Hydrologie des écosystèmes marins - Paramètres et analyses. Ed. Ifremer, 336 p.

Daniel A. (2009). Techniques de prélèvement hydrologique en milieu marin ( https://prelevements-hydro.ifremer.fr/presentation.html)

Lampert, Luis. 2017. « Calcul d'un indice de composition phytoplanctonique pigmentaire pour les eaux guyanaises (DCE) », juin. http://archimer.ifremer.fr/doc/00389/50040/

Norme NF EN 15204 (2006). Qualité de l'eau - Norme guide pour le dénombrement du phytoplancton par microscopie inversée (méthode Utermöhl). 39 pages.

Miossec L. (2013) Guide méthodologique des méthodes DCE en hydrobiologie littorale. Rapport AQUAREF 2013, 32 p.

Sieburth, J., Smetacek, V., Lenz, J. (1978). Pelagic ecosystem structure : heterotrophic compartments of the plankton and their relationship to plankton size fractions. Limnol. Oceanogr. 23 : 1256-1263.

Uthermöhl H. (1958). Zur vervolkommnung der quantitativen phytoplankton methodik. Mit. tint. ver theor. angew. Limnol. 9 : 1-38.

Van Heukelem L., Thomas C (2001). Computer-assisted high-performance liquid chromatography method development with applications to the isolation and analysis of phytoplankton pigments. Journal of chromatography A, 910, 31-49.

Wright, S.W., Jeffrey, S.W., Mantoura R.F.C., Lewellyn C.A., Bjornland T., Repeta D., Welschmeyer N.A. (1991). Improved HPLC method for the analysis of chlorophylls and carotenoids from marine phytoplankton. Marine Ecology Progress Series 77 : 183-196.

Zapata, M, Rodríguez, F., Garrido J., (2000). Separation of chlorophylls and carotenoids from marine phytoplankton : a new HPLC method using a reversed phase C8 column and pyridine-containing mobile phases. Marine Ecology Progress Series 195 : 29-45.

GTs DCE La Réunion et Mayotte « Physico-Chimie et Phytoplancton » (2020). Fascicule technique pour la mise en oeuvre des suivis « Paramètres Physico-Chimiques & Phytoplancton » des réseaux de contrôle de surveillance DCE dans l'océan Indien. Réf. R.RBE/DOI/2020-010. https://archimer.ifremer.fr/doc/00168/27915/

Ministère de la transition écologique et solidaire, MTES (2018). Guide relatif aux règles d'évaluation de l'état des eaux littorales (eaux côtières et eaux de transition) dans le cadre de la DCE (2018).

Neaud-Masson Nadine (2020). Observation et dénombrement du phytoplancton marin par microscopie optique. Spécifications techniques et méthodologiques appliquées au REPHY. Ref. Version 2 - février 2020. ODE/VIGIES/20/03. Ifremer. https://archimer.ifremer.fr/doc/00609/72133/

Neaud-Masson Nadine, Lemoine Maud, Daniel Anne (2023). Procédure nationale pour la mise en œuvre du réseau d'observation et de surveillance du phytoplancton et de l'hydrologie dans les eaux littorales (REPHY). Ref. Document de prescriptions. Version 2 de janvier 2023. ODE/VIGIES/23-01. Ifremer. https://doi.org/10.13155/50389

(1) Pour les eaux de transition de la Réunion, les méthodes d'échantillonnage sont identiques à celles utilisées pour les eaux « cours d'eau » de la Réunion.

3.1.2. Macro-algues (eaux côtières - façade Méditerranée)

3.1.2.1. Protocole d'échantillonnage pour la surveillance ponctuelle

Concerne les substrats durs en mésolittoral et limite supérieure de l'infralittoral.

Observations et relevés à partir d'un zodiac, positionné à 3 m du bord ; période d'observation mai-juin.

Méthode d'analyse

Géomorphologie et présence/absence et abondance des communautés littorales notées directement sur carte ou photos aériennes sur le linéaire côtier découpé en unités de 50 m de long.
Références

Laurence Miossec - Guide méthodologique des méthodes DCE en hydrobiologie littorale - CARLIT, macrophytes en lagunes et posidonies - Rapport AQUAREF 2014 - 13 p (sous presse) (nb de pages).

Thibaut T., Mannoni PA. 2007. Cartographie des paysages marins : encorbellements à Lithophyllum et faciès à cystoseires Site Natura 2000 FR 9301624 - Cap Lardier - Cap Taillat - Cap Camarat. Contrat GIS Posidonie & Observatoire Marin du Littoral des Maures, ECOMERS publ. Nice, 18 p.

Thibaut T., Mannoni P.A., Markovic L., Geoffroy K., Cottalorda J.M. 2008. Préfiguration du réseau macraolgues - Bassin Rhône Méditerranée Corse - Application de la directive Cadre Eau - Rapport d'état écologique des masses d'eau. Contrat Agence de l'Eau RMC - Unsa : 38 p + Atlas cartographique.

Thibaut T. et L. Markovic (2009). Préfiguration du réseau macroalgues - Bassin Rhône Méditerranée.

Corse - Application de la directive Cadre Eau -Rapport d'état écologique des masses d'eau - Ensemble du littoral rocheux continental français de Méditerranée. Contrat Agence de l'Eau Rhône Méditerranée Corse/Université de Nice - Sophia Antipolis, convention 2009 01 11, 31 pages.

Thibaut T., L. Markovic et A. Blanfune (2010). Préfiguration du réseau macroalgues - Bassin Rhône Méditerranée Corse - Application de la directive Cadre Eau -Rapport d'état écologique des masses d'eau - Littoral rocheux de la Corse. Contrat Agence de l'Eau Rhône Méditerranée Corse/Université de Nice - Sophia Antipolis, convention 2009 1431, 24 pages.

Thibaut T., L. Markovic et A. Blanfune (2011). Préfiguration du réseau macroalgues - Bassin Rhône Méditerranée Corse - Application de la directive Cadre Eau -Rapport d'état écologique des masses d'eau - Littoral rocheux de la Corse. Contrat Agence de l'Eau Rhône Méditerranée Corse/Université de Nice - Sophia Antipolis, convention 2011 011, 22 pages.

3.1.3. Macro-algues de type bloom à ulves (eaux côtières et de transition - façade Manche Atlantique)

Protocole d'échantillonnage

Données collectées sur photos aériennes prises lors de 3 survols annuels en mai, juillet et septembre en période de vive-eau (coefficient supérieur à 75) ; appareil de type CESSNA ; altitude du vol entre 1 500 et 4 000 pieds ; survols suivis de contrôle terrain si échouages détectables avec récolte d'algues.

Méthode d'analyse
Intégration et géo-référencement des photos aériennes dans un SIG, digitalisation des dépôts d'algues et estimation visuelle du pourcentage de couverture algale dans ces dépôts ; évaluation des surfaces potentiellement colonisables sur carte IGN (1/25000e) et sur photos aériennes ; identification des espèces récoltées sous microscope.

Références

Laurence Miossec - Guide méthodologique des méthodes DCE en hydrobiologie littorale. Rapport AQUAREF 2013 - 32 p.

3.1.4. Macro-algues de substrat dur intertidal (eaux côtières - façade Manche Atlantique)

Protocole d'échantillonnage

Evaluation des surfaces couvertes et identification in situ d'espèces algales caractéristiques et opportunistes sur substrat rocheux de l'estran par coefficients de marée supérieurs à 95 entre mars et juillet ; l'analyse se fait dans 3×3 quadrats (n=9) positionnés de manière aléatoire dans chacune des ceintures identifiées de l'estran (2 ou 6 ceintures suivant les secteurs).

Méthode d'analyse

Déterminations algales à l'œil nu, sur sites (si problème, un échantillon est rapporté au laboratoire pour détermination sous loupe binoculaire) ; les superficies sont réalisées à l'oeil nu ou bien à l'aide d'un GPS et du logiciel ARGIS.

Références

Miossec L., Soudant D. et Le Stum M. - Consolidation et mise au point de méthodes de bio-indication et transfert aux opérateurs. Contributions Hydrobiologie en milieu marin, Rapport Aquaref, 2012.

3.1.5. Macro-algues de substrat dur subtidal (eaux côtières - façade Manche Atlantique)

Protocole d'échantillonnage

Identification qualitative et quantitative en plongée d'espèces algales structurantes caractéristiques et opportunistes et des invertébrés fixés, sur quadrats, dans l'infralittoral et le circalittoral côtier et à 3 profondeurs fixes entre mi-mars et mi-juillet.

Méthode d'analyse

Les déterminations algales se font à l'œil nu, sur sites (si problème, un échantillon est rapporté au laboratoire pour détermination sous microscope et loupe binoculaire) ; les comptages et mesures à différentes profondeurs (comprenant aussi les mesures des longueurs des stipes des laminaires pérennes du genre Laminaria et la surface moyenne des épibioses des stipes de L. hyperborea ; ainsi que la longueur totale des individus des fucales infralittorales Halidrys siliquosa et des genres Gongolaria et Ericaria (ex. Cystoseira) sont également réalisés principalement in situ et ex situ lorsque cette espèce est présente en forte densité. De plus, un échantillonnage de la faune de l'infralittoral supérieur et du circalittoral côtier est réalisé.

Références

Derrien-Courtel S. et Le Gal A. - Protocole de surveillance DCE pour l'élément de qualité « Macroalgues subtidales » - second cycle de suivi (DCE-2). Rapport du Museum national d'histoire naturelle, station de Biologie marine de Concarneau, 2022.

Le Gal A. et Derrien-Courtel S. Quality Index of Subtidal Macroalgae (QISubMac), a suitable tool for ecological quality status assessment under the scope of European Water Framework Directive. Ecological indicators, 2015.

Miossec L., Soudant D. et Le Stum M. - Consolidation et mise au point de méthodes de bio-indication et transfert aux opérateurs. Contributions Hydrobiologie en milieu marin, Rapport Aquaref, 2012.

3.1.6. Angiospermes (eaux côtières - façade Méditerranée)

Protocole d'échantillonnage par suivi via quadrats

Prélèvements et observations réalisées en plongée, de préférence en avril ; relevés de la profondeur de la limite inférieure et de l'état dynamique (échelle qualitative) de l'herbier à cette profondeur ; à 15m, relevé du nombre de faisceaux dans des quadrats (0,16 m2 ; 20 quadrats) et prélèvements de faisceaux (n=20).

Méthode d'analyse

Biométrie des feuilles ; pesées des feuilles et des épibiontes des feuilles (poids sec).

Références

Laurence Miossec - Guide méthodologique des méthodes DCE en hydrobiologie littorale - CARLIT, macrophytes en lagunes et posidonies - Rapport AQUAREF 2014, 13 pages.

Gobert S., S. Sartoretto, V. Rico-Raimondino, B. Andral, A. Chery, P. Lejeune et P. Boissery. 2009. Assessment of the ecologicol status of Mediterranean French coastal waters as required by the Water Framework Directive using the Posidonia oceanica Rapid Easy Index : PREI. Marine Pollution Bulletin, 58, 1727 - 1733.

Sartoretto S. 2008. Soutien méthodologique à la mise en œuvre de la Directive Cadre Eau (item : herbier de posidonie) - Validation du protocole de calcul de l'EQR (District Rhône et côtiers méditerranéens). RST/DOP/LER-PAC/08-01, 40 pages.

Protocole d'échantillonnage par suivi via sonar

Acquisition et analyse de données sonar :

Le sonar est remorqué à une vitesse d'environ 5 nœuds et à une hauteur par rapport au fond comprise entre 3 et 10 mètres selon la fréquence (et donc la portée efficace maximale) choisie. Le levé s'effectue en bandes parallèles et dans l'axe des courbes bathymétriques de manière à travailler à une profondeur constante. Un recouvrement total des profils permet de réaliser une cartographie complète d'une zone. L'acquisition sonar latéral est particulièrement adaptée à la cartographie des zones de plaine, et en particulier des herbiers de Posidonie sur matte.

Exploitation des données sonar latéral :

L'exploitation des données acquises par le sonar latéral se fait à l'aide de d'un logiciel spécialisé (type SonarWiz) qui permet d'obtenir une mosaïque géoréférencée des bandes sonar. Cette mosaïque apparaît sous la forme d'une image en gradient de jaune, laissant apparaître les différents types de substrat (depuis les substrats denses, comme la roche, qui apparaissent en blanc aux substrats meubles, comme la vase, qui apparaissent en noir). L'interprétation des données sonar pour la pré-cartographie apporte de nombreuses informations mais soulève aussi quelques incertitudes. C'est pourquoi elle doit être couplée à une campagne de vérité terrain.

Protocole d'échantillonnage par suivi via « Transect plongeur audio ».

Acquisition et analyse de données de terrain

La technique du transect plongeur audio tracté permet la validation terrain de plusieurs milliers de points par un plongeur/biologiste le long de transects pouvant atteindre une vingtaine de kilomètre par jour d'acquisition. Le plongeur est tracté par le bateau à la bathymétrie voulue en fonction des zones à décrire. Il transmet ses observations en temps réel par audio communication (présence herbier, indice supposé de vitalité…) à l'opérateur qui peut suivre son parcours sur l'ordinateur relié au GPS. Il est équipé d'une planche de tractage qui lui permet de faire varier sa profondeur, d'un système de communication et d'un système de positionnement.

Positionnement des observations sous-marines :

En ce qui concerne les données acquises sous l'eau (transect plongeur audio, plongées ponctuelles), il convient d'utiliser un système de positionnement type USBL (le Micronav de Tritech) qui permet de disposer de la position GPS sous l'eau.

Les informations sont traitées au fur et à mesure de l'acquisition (gain de temps) et le nombre de points renseignés permet de réaliser des extrapolations plus justes.

Références

Impact des pressions anthropiques et de l'environnement sur les herbiers de Posidonia oceanica en Méditerranée française (Houngnandan, 2020).

3.1.7. Angiospermes (eaux côtières et de transition - façade Manche Atlantique)

L'indicateur DCE « Angiospermes » considère, à l'échelle d'une masse d'eau, conjointement les deux espèces Zostera marina et Zostera noltii et se calcule sur trois métriques : (i) la composition taxonomique basée sur la présence de Z. marina et/ou Z. noltii dans la masse d'eau, (ii) l'abondance basée sur la densité des pieds (Z. marina) ou le recouvrement des feuilles (Z. noltii), et (iii) l'extension de l'herbier basée sur l'évolution de la surface occupée par les espèces de zostère présentes dans la masse d'eau par rapport à l'extension maximale observée.

Dans tous les cas, l'indicateur est calculé en moyennant les EQR obtenus pour les trois métriques par station puis par masse d'eau. Les changements observés entre les conditions de référence et celles d'une année donnée sont ainsi transformés en Ecological Quality Ratio (EQR). L'indicateur final permet de qualifier le statut de qualité (mauvais, médiocre, moyen, bon, très bon) de la masse d'eau DCE côtière (MEC) ou de transition (MET) (Auby et al., 2010 ; Auby et al., 2018).

Composition taxonomique

Deux espèces de zostères sont prises en compte : la zostère naine, Zostera noltii (le plus souvent présente en position intertidale) et la zostère marine, Zostera marina (occupant majoritairement l'étage infralittoral y compris la frange émergée aux basses mers de vives eaux).

Abondance

Les valeurs d'abondance sont acquises selon le protocole de suivi stationnel des herbiers de zostères mis en œuvre tous les ans à l'échelle des masses d'eau (Auby et al., 2018 ; Rollet et Bernard, 2024). Cette métrique s'appuie sur des mesures de l'abondance des zostères, soit la densité des pieds pour Zostera marina, et le pourcentage de recouvrement des feuilles dans des quadrats pour Zostera noltei.

Protocole d'échantillonnage et d'analyse.

Zostera noltii

L'échantillonnage est réalisé entre août et septembre, période de biomasses maximales. Pour chaque station suivie, le relevé d'abondance des zostères se fait sur la base de l'évaluation du taux de recouvrement du sédiment par les feuilles par estimation visuelle couplée à une analyse numérique des photos de quadrats (30 par station) (Spitéri et al., 2022). Lorsque présentes, les macroalgues sont collectées pour évaluer leurs biomasses. Des prélèvements de sédiments sont fait pour mesurer la granulométrie et le taux de matière organique.

Zostera marina

L'échantillonnage est réalisé au printemps en Manche Atlantique et entre fin août et début septembre en Aquitaine. Pour chaque station suivie, 3 réplicats sont assurés. L'abondance est mesurée par le nombre de pieds de zostères compté in situ sur l'ensemble des quadrats. Des mesures biométriques sont faites (longueur et largeur de la feuille, longueur de la gaine, état de l'apex des feuilles) et la biomasse associée est évaluée par poids sec et cendre). Les épiphytes présents sont mesurés en poids sec. Le pourcentage de ‘wasting desease'est évalué. La présence de macroalgues est notée et la biomasse associée est mesurée. Des prélèvements de sédiments sont fait pour mesurer la granulométrie et le taux de matière organique.

Extension

Les valeurs d'extension sont acquises à l'issue de campagnes de cartographies des herbiers de zostères spécifiques. Dans le cadre de la DCE, les données surfaciques doivent être actualisées au minimum tous les 6 ans, soit une fois par plan de gestion.

Référentiels méthodologiques

Une attention toute particulière est apportée à l'usage de méthodes de prospection éprouvées et aisément reproductibles permettant le suivi comparatif à long terme, et de techniques homogènes de prospection et d'analyse de manière à permettre la comparaison pertinente entre les différents sites.

Plusieurs références techniques pour la réalisation des cartographies des habitats benthiques marins sont aujourd'hui disponibles. Le guide méthodologique ou « Cahier des charges pour la cartographie d'habitats des sites Natura 2000 littoraux » réalisé par l'Ifremer pour la DIREN Bretagne (Bajjouk, 2009), les recommandations méthodologiques spécifiques à la « Cartographie des herbiers de zostères » rédigées dans le cadre de la convention Ifremer-AQUAREF-AFB 2016-2018 (Bajjouk et al., 2019), et plus récemment, l'exercice d'inventaire des cartographies des herbiers de zostères existantes réalisé par l'Ifremer pour l'Agence de l'eau Loire-Bretagne (Campana et al., 2022) sont autant de références destinées aux gestionnaires et aux opérateurs en charge de l'actualisation des cartographies des herbiers de zostères et de l'évaluation de leur évolution spatio-temporelle.

Références

Auby I., Oger-Jeanneret H., Sauriau P.-G., Hily C., Barillé L. (2010) Angiospermes des côtes françaises Manche-Atlantique. Propositions pour un indicateur DCE et premières estimations de la qualité. Rapport Ifremer, Ifremer, Arcachon, 72 p.

Auby I., Oger-Jeanneret H., Gouillieux B., Grall J., Janson A.-L., Maguer M. , Rigouin L., Rollet C., Sauriau P.-G., Trut G. (2018) Protocoles de suivi stationnel des herbiers à zostères pour la Directive Cadre sur l'Eau (DCE). Zostera marina-Zostera noltei. Version 3. Rapport Ifremer/ODE/UL/LER/AR/18.017, 42 p. + annexes https://archimer.ifremer.fr/doc/00471/58250/

Bajjouk T. (2009). Soutien aux actions Natura2000 de la région Bretagne - Cahier des charges pour la cartographie d'habitats des sites Natura2000 littoraux : Guide méthodologique. Réf. RST/IFREMER/DYNECO/AG/09-01/TB/NATURA2000.107p + annexes.

https://www.natura2000.fr/sites/default/files/mer/NATURA_CDC_014_Adapta…

Bajjouk T., Cordier C., Auby I., Liabot P.-O., Kerninon F., Le Bouffant N., Trut G., Oger-Jeanneret H. (2019). Cartographie des Herbiers de Zostères. Guide technique. Réf. Convention Ifremer‐AQUAREF Thème Formation et outils 2016‐2018. DYNECO/LEBCO/19-01/TB. 105 p. Ifremer. https://doi.org/10.13155/62528

Campana M. , Bizzozero L., Bajjouk T., Rollet C., Lissardy M. (2022). Directive Cadre sur l'Eau. Bassin Loire-Bretagne. Etude préliminaire pour la mise à jour des données surfaciques relatives aux herbiers de zostères. ODE/UL/LER/MPL/22.16 https://archimer.ifremer.fr/doc/00812/92418/98573.pdf → Voir Section 3 du rapport.

Rollet C. et Bernard G. Coordinateurs (2024). Classement des masses d'eau du littoral Manche-Atlantique sur la base de l'indicateur DCE « Angiospermes » (2018-2023). 82 p. Référence Archimer à paraître.

Spitéri M. , Rollet C., Auby I., 2022. Contribution à la consolidation du protocole DCE pour le suivi de l'état écologique des herbiers à Zostera noltei. Création de schémas de pourcentage de recouvrement comme aide à l'évaluation de l'abondance des plantes. Rapport AQUAREF 2022 - 20 p. + annexes. https://archimer.ifremer.fr/doc/00785/89711/

3.1.8. Macroalgues et angiospermes (eaux de transition - façade Méditerranée)

Protocole d'échantillonnage

Prélèvements et observations réalisées en surface ou en plongée suivant la profondeur, au printemps, avant les mortalités estivales ; la trajectoire des deux plongeurs se fait en cercle autour du bateau (surface environ 120 m2) ; relevés du taux de recouvrement végétal total, du taux de recouvrement relatif des espèces de référence et de la richesse spécifique ; relevé de la profondeur ; prélèvement de sédiment.

Métrique 1. Richesse spécifique - RS (nb espèces).

Métrique 2. Recouvrement par les espèces « de référence (*) » au sein de la végétation (ou recouvrement relatif) - RR (%).

Les métriques 1 et 2 renseignent sur la composition des macrophytes.

(*) Les espèces de référence sont les algues et angiospermes présents en conditions de référence et qui régressent avec l'eutrophisation : leur liste est indiquée ci-dessous (tableau 1).

Métrique 3. Recouvrement du fond par les macrophytes (ou recouvrement total) - RT (%) - qui renseigne sur l'abondance des macrophytes.

Lorsque le recouvrement total (métrique 3) est inférieur à 5 %, on considère qu'on ne peut pas faire d'appréciation correcte de la composition du peuplement : la métrique 2 n'est pas calculée.

Si problème d'identification des espèces in situ, prélèvement pour analyse au laboratoire.

Méthode d'analyse

Si problème d'identification des espèces in situ, détermination au laboratoire sous microscope ; analyse granulométrique et mesure du taux de matière organique (une fois par plan de gestion).

Références

Laurence Miossec - Guide méthodologique des méthodes DCE en hydrobiologie littorale - CARLIT, macrophytes en lagunes et posidonies - Rapport AQUAREF 2014, 13 pages.

Lauret M., J. Oheix, V. Derolez et T. Laugier. (2011). Réseau de suivi lagunaire, 2011. Guide de reconnaissance des lagunes du Languedoc-Roussillon : 148 pages.

3.1.9. Angiospermes (masses d'eau côtières - Antilles)

Méthode d'échantillonnage et d'analyse pour la composition des herbiers :

Pour chaque herbier trois transects fixes (matérialisés et géoréférencés) de 50 m de long sont déroulés.

La méthode du LIT (Line Intercept) est appliquée afin de noter :
- les changements dans la composition spécifique ;
- les zones de fragmentation (> 2 m) et de mitage (entre 0,5-2 m) c'est à dire les zones sans phanérogames mais dont le substrat est meuble (= potentiellement colonisables par les phanérogames) ;
- les zones de substrat dur (= non colonisables) ;
- le substrat dominant de cette zone ;
- le déchaussement de rhizomes et la présence de microfalaises.

La composition spécifique en phanérogames est exprimée en termes d'assemblage d'espèces comme décrit dans le tableau ci-après. Le pourcentage d'absence/présence de chaque assemblage ainsi que de chaque espèce sur le transect peut ainsi être calculé.

3 BELT de 1 m sont également réalisés le long des 3 transects.

Dans l'ensemble du couloir de 1 m, est comptabilisé le nombre :
- d'oursins (en distinguant les espèces) ;
- de colonies coralliennes (en distinguant les genres/espèces quand cela est possible) ;
- de signes de bioturbation (« monts » et « entonnoirs »).

Sont également notés :
- la présence/absence d'algues dérivantes et/ou de débris de feuilles de phanérogames, macroalgues épiphytes ;
- cyanobactéries (absence, présence, abondance) ;
- le relief selon la méthode Kerninon et Hily, 2015 ;
- la nature du substrat selon les catégories suivantes : Vase, Sable fin vaseux, Sable fin propre, Sable grossier propre, Macrodébris coralliens ou graviers/cailloutis.

Méthode d'échantillonnage et d'analyse pour la couverture végétale :

3 quadrats de 50 × 50 cm sont positionnés sur chaque transect (3 transects) au niveau des marques 5, 25 et 45.
- Quadrats de 50 cm × 50 cm (x9) : % recouvrement en sept classes et taxons dominants pour les phanérogames et macroalgues, recouvrement en cyanobactéries et type de support (phanérogames, macroalgues ou abiotique), épibioses (nature et ordre de dominance), floraison, sénescence, maladies

Sont identifiés au sein de chaque quadrat :
- la classe de recouvrement du substrat par les phanérogames, les macroalgues et les cyanobactéries, selon la méthode Bouchon et al, 2003 ;
- types de support (phanérogrames, macroalgues ou abiotique) ;
- les taxons dominants de phanérogames et de macroalgues sont indiqués ;
- les catégories d'épibioses si présentes, nature et ordre de dominance des épibioses (algues filamenteuses, algues calcaires, film biosédimentaires, hydraires, macroalgues épiphytes) ;
- floraison, sénescence, maladies.

Méthode d'échantillonnage et analyse des sédiments :

Des prélèvements de sédiments sont réalisés sur 3 quadrats (un par transect), si possible au carottier, sur 5 cm de profondeur, pour la caractérisation du substrat : granulométrie laser et taux de matière organique.

Références

Kerninon et Hily, 2015. Etat des récifs coralliens et des écosystèmes associés des Outre-mer français en 2015. Tendances globales des herbiers, pp. 50-52.

3.1.10. Invertébrés benthiques de substrat meuble (eaux côtières et de transition - façades Mer du Nord, Manche, Atlantique et Méditerranée)

Protocole d'échantillonnage

Le suivi du paramètre MacroInvertébrés Benthiques de substrats meubles (MIB) concerne les zones intertidales et subtidales des eaux côtières (MEC) et des eaux de transition (MET).

Dans ces masses d'eau, les MIB sont suivis tous les trois ans (soit deux fois par plan de gestion) sur l'ensemble des lieux de surveillance. Parmi ces lieux, certains appelés « Sites d'Appui » (SA) sont suivis tous les ans. Pour des raisons logistiques, le suivi des masses d'eau de transition (MET) est décalé d'un an par rapport au suivi des masses d'eau côtières (MEC).

En raison du cycle de vie des organismes benthiques, la saison d'échantillonnage a une forte influence sur les résultats de richesse spécifique et d'abondance. Il est important de toujours effectuer les suivis à la même période. Dans le cadre de la DCE, nous préconisons un échantillonnage des MIB :
- en MEC au début du printemps (de mi-février à fin avril), au moment où les peuplements sont à l'état le plus stable ;
- en MET à la fin de l'été (septembre-octobre), lors de la période d'étiage des fleuves et des rivières côtières.

Façade Manche-Atlantique (MEC) :

Afin de considérer la variabilité intra-station des paramètres faunistiques et sédimentaires, il a été décidé que chaque lieu, en domaine intertidal comme en domaine subtidal, sera étudié en trois points. Ces trois points, appelés « passages » (A/B/C) devront être situés si possible à au moins 200 m du centre du lieu.

En domaine intertidal, les passages devront être échantillonnés au milieu de la zone médiolittorale (sous la zone de résurgence). Pour chaque passage, trois prélèvements (1/2/3) seront effectués à l'aide d'un carottier à main en PVC de diamètre INTERNE 192,2 mm (diamètre extérieur : 200 mm ; épaisseur : 3,9 mm) ce qui équivaut à une surface unitaire égale à 0,029 m2. Le carottier devra être enfoncé jusqu'à 20 cm de profondeur. Il faudra veiller à ce que les prélèvements soient réalisés dans un secteur non perturbé par le passage des opérateurs.

En domaine subtidal, le prélèvement de la macrofaune de chaque passage sera réalisé au moyen d'une benne de surface unitaire égale à 0,1 m2 (bennes Day, Smith-McIntyre ou Van Veen).

Si conditions particulières, la benne Ekman peut être employée (cf. Garcia et al., 2014).

Les tamisages sont à effectuer sur des tamis de maille 1 mm (ronde ou carrée).

Les prélèvements destinés à l'analyse des paramètres sédimentaires devront être réalisés indépendamment de ceux destinés à l'étude de la macrofaune.

En domaine intertidal, les prélèvements (Gr et MO) seront effectués par carottage supplémentaire pour chaque passage. Le prélèvement sera réalisé au moyen d'un carottier (seringue, tube, …) de trois à cinq centimètres de diamètre sur cinq centimètres de profondeur afin de préserver l'intégrité de l'échantillon.

En domaine subtidal, les prélèvements Gr et MO seront réalisés directement à l'intérieur d'une même benne supplémentaire pour chaque passage. La benne doit rester fermée et l'accès au sédiment se fait par la trappe de la benne.

Façade Manche-Atlantique (MET) :

Les lieux à échantillonner doivent être positionnés dans des habitats EUNIS correspondant à ceux pour lesquels un état de référence a été proposé.

Les différents lieux doivent être distribués le long du gradient de salinité estuarien, en se restreignant aux seules zones eu- à mésohalines (excluant donc la zone oligohaline).

Dans la mesure du possible, il est fortement recommandé de localiser les lieux échantillonnés à proximité de points de suivis de paramètres environnementaux faisant partie de programmes de surveillance/observation existants.

En domaine intertidal, les passages devront être échantillonnés en dessous du niveau des basses mers de mortes-eaux. Pour chaque passage, trois échantillons (1/2/3) seront effectués à l'aide d'un carottier à main en PVC de diamètre INTERNE 192,2 mm (diamètre extérieur : 200 mm ; épaisseur : 3,9 mm) ce qui équivaut à une surface unitaire égale à 0,029 m2. Le carottier devra être enfoncé jusqu'à 20 cm de profondeur. Il faudra veiller à ce que les prélèvements soient réalisés dans un secteur non perturbé par le passage des opérateurs. Ces trois réplicats doivent être séparés les uns des autres d'au moins 3 mètres.

En domaine subtidal, les 3 prélèvement de la macrofaune de chaque passage sera réalisé au moyen d'une benne de surface unitaire égale à 0,1 m2 (bennes Day, Smith-McIntyre ou Van Veen).

Les tamisages sont à effectuer sur des tamis de maille 1 mm (ronde ou carrée).

Sur chaque station, trois échantillons supplémentaires doivent être réalisés afin de caractériser la proportion des principales classes granulométriques des sédiments localisés à proximité immédiate de chaque échantillon de faune. En domaine subtidal, il est proposé de prélever un échantillon de sédiment dans chacune des trois bennes de faune dans une zone de l'échantillon où le sédiment est le moins perturbée possible (soit 3 échantillons de sédiments au total). En domaine intertidal, il est demandé de prélever le sédiment en contact chacune des carottes de prélèvement pour la faune (soit 3 échantillons de sédiments au total).

Chacun des trois échantillons est, après homogénéisation, divisé en deux sous échantillons l'un pour l'analyse de la teneur en matière organique et l'autre pour l'analyse de la granulométrie.

Des mesures de salinité sont nécessaires dans les estuaires. Il est demandé, pour l'intertidal, de mesurer la salinité de l'eau interstitielle. Pour le subtidal, la salinité peut être prise dans l'eau ramenée par la benne.

Façade Méditerranée (eaux côtières) :
- échantillonnage à l'aide de benne Van Veen (surface de 0,025 m2, 5 réplicats par station) en zone subtidale ; tamisage sur maille de 1 mm.

Façade Méditerranée (eaux de transition) :
- prélèvements réalisés à l'aide d'une benne Eckmann - Birge (surface de 0,0225 m2 ; 3 sous-stations par station et 4 réplicats par sous-stations), tamisage sur maille de 1 mm ; prélèvements de sédiments par carottages (n=3 par station) et mesure du potentiel d'oxydo-réduction avec un pH-mètre Poncelle.

Méthode d'analyse

Détermination de la faune benthique sous loupe binoculaire, dénombrement.

Les paramètres mesurés sont la composition spécifique, l'abondance spécifique et l'AMBI. Ces trois paramètres sont les métriques qui entrent dans le calcul des indicateurs utilisés (M-AMBI pour les eaux côtières, BEQI-Fr pour les eaux de transition).

Une analyse granulométrique et une mesure de la teneur en matière organique pour les sédiments sont complémentaires à l'analyse faunistique.

Références

Norme NF EN ISO 16665 Mars 2014 : Qualité de l'eau - Lignes directrices pour l'échantillonnage quantitatif et le traitement d'échantillons de la macrofaune marine des fonds meubles

Garcia Aurelie, Desroy Nicolas, Le Mao Patrick, Miossec Laurence (2014). Protocole de suivi stationnel des macroinvertébrés benthiques de substrats meubles subtidaux et intertidaux dans le cadre de la DCE - Façades Manche et Atlantique - Rapport AQUAREF 2014. Ref. Rapport AQUAREF 2014. AQUAREF, IFREMER, MNHN. https://archimer.ifremer.fr/doc/00269/38067/

Blanchet Hugues, Fouet Marie, Bizzozero Lucie, Foveau Aurélie (2025). Méthodologie pour la surveillance et l'évaluation du paramètre « Macro-invertébrés benthiques » dans les masses d'eau de transition estuariennes de la façade Manche-Atlantique. Ref. Version Mars 2025. Rapport Université de Bordeaux/UMR EPOC & Ifremer. https://archimer.ifremer.fr/doc/00887/99923/

3.1.11. Invertébrés benthiques de substrat meuble (eaux côtières - La Réunion et Mayotte)

Protocole d'échantillonnage

Echantillonnage à la benne Van Veen ou Smith McIntyre (surface de 0,1 m2, 5 réplicats par station pour l'analyse faunistique et 1 pour l'analyse du sédiment), entre 25 et 70 m de profondeur pour le contrôle de surveillance ; tamisage sur maille de 1 mm.

Méthode d'analyse

Détermination au niveau spécifique ou supra et dénombrement de la faune benthique sous loupe binoculaire ; le paramètre mesuré est, l'abondance par taxon.

Analyse granulométrique et teneur en matière organique pour les sédiments.

Références

Norme NF EN ISO 16665 Mars 2014 : Qualité de l'eau - Lignes directrices pour l'échantillonnage quantitatif et le traitement d'échantillons de la macrofaune marine des fonds meubles.

GTs DCE La Réunion et Mayotte « Benthos Substrats Meubles » (2021). Fascicule technique pour la mise en œuvre des suivis « Benthos de Substrats Meubles » des réseaux de contrôle de surveillance DCE dans l'océan Indien. Ref. RST-DOI/2021-004. 46 p.

https://archimer.ifremer.fr/doc/00168/27913/

3.1.12. Benthos récifal - pente externe (eaux côtières - La Réunion)

Protocole d'échantillonnage

L'échantillonnage est réalisé en période estivale. En fonction des paramètres relevés, trois protocoles d'échantillonnage sont mis en œuvre : Line Intercept Transect (3 × 20 m), Belt Transect « invertébrés » (3 × 20 m × 4 m) et Belt Transect « poissons » (3 × 50 m × 5 m). Quadrat (5 × 1 m2).

Nota. Actuellement, seul le Line Intercept Transect est nécessaire pour le calcul de l'indicateur, mais celui-ci est amené à évoluer et à prendre en compte des paramètres supplémentaires. L'indicateur basé sur le LIT a été consolidé suite à la dernière campagne du RCS et un suivi Belt « poisson » a été ajouté.

Méthode d'analyse

Les paramètres relevés en plongée et synthétisés au bureau sont pour le LIT : le groupe de taxon pour corail dur, corail mou, algues, phanérogame, … avec le taxon pour le corail ainsi que le substrat sur lequel l'observation est faite quand le taxon est « vivant »..

Note. Pour les Belt « invertébrés » et « poissons » se reportés au fascicule cité en référence.

Références

GT DCE Réunion « Benthos de substrats durs » (2023). Fascicule technique pour la mise en œuvre du suivi « Benthos de substrats durs » du réseau de contrôle de surveillance DCE à La Réunion. Ref. R.RBE/DOI/2023-005, 43 p.

https://archimer.ifremer.fr/doc/00167/27806/
Hill J. et Wilkinson C., 2004. Methods for Ecological Monitoring of Coral Reefs. Version 1. Livre 123 p.

3.1.13. Benthos Récifal (eaux côtières - Antilles)

Protocole d'échantillonnage

Echantillonnage en plongée sur 6 transects pérennes de 10 m avec relevés de type « point intercept » (PIT). Identification de la nature du substrat et les taxons présents en un point sous le transect tous les 20 cm.

Méthode d'analyse

Echantillonnage de la composition et de l'abondance relative des peuplements coralliens et des autres organismes benthiques susceptibles d'être en compétition avec les coraux (algues et invertébrés sessiles). Reconnaissance au niveau du genre pour les macroalgues et les coraux (voire à l'espèce quand c'est possible). Les résultats permettent de calculer les indices « corail » et « macroalgues ». L'indice « corail » est le rapport « couverture corallienne vivante/substrat colonisable par les coraux ». Le substrat colonisable correspond au substrat rocheux et au corail mort récemment (RKC). Le substrat colonisable ne comprend pas le sable, la vase et les débris. L'indice « macroalgues » est le rapport « couverture en macroalgues/substrat total).

Références

Bouchon, C., Bouchon-Navaro, Y., Louis, M., 2004. Critère d'évaluation de la dégradation des communautés coralliennes dans la région Caraïbe. Revue d'Ecologie (la Terre et la Vie), 59 (1-2) : 113-121.

Impact Mer, Pareto, Equilibre, 2010. Directive Cadre sur l'eau : Suivi des stations des réseaux de référence et de surveillance des masses d'eau côtières et de transition au titre de l'année 2009. - Volet Biologie. Rapport de synthèse : Réseau de surveillance. Rapport pour : DIREN Martinique, 166 (annexes inclues) pp. 3.

Allenou Jean-Pierre, SECHAUD Amélie (Ifremer-RBE-BIODIENV), 2021. Règles de traitement pour les évaluations DCE Communautés benthiques coralliennes pour les Antilles. Période 2014-2019.

3.1.14. Poissons (eaux de transition - façade Manche Atlantique)

Protocole d'échantillonnage

Echantillonnage au chalut à perche, de taille adaptée à celle de l'estuaire :
- pour les grands estuaires (par exemple Gironde, Loire, Seine) : grand chalut à perche classique de 3 mètres ;
- pour les estuaires de taille moyenne ou réduite, ou encore avec des fonds irréguliers (par exemple Adour, Charente) : petit chalut à perche de 1,5 mètre.

Le secteur d'étude est situé dans la partie tidale des estuaires. La répartition des zones d'échantillonnage dans l'estuaire devra être représentative de ceux-ci.

Pour les estuaires présentant 3 zones halines : à l'intérieur de chaque MET, répartition des traits de chalut à perche, au sein de la zone la plus aval, de la zone médiane et de la zone plus amont, de manière à échantillonner les trois secteurs de salinité différente de manière homogène, avec un minimum de 8 traits au sein de chaque zone haline.

Pour les estuaires ne présentant pas les 3 zones halines : échantillonnage selon une répartition géographique de ses zones halines, en intégrant la majeure partie de ses habitats essentiels.

Pour les masses d'eau ne présentant qu'une seule zone haline, un minimum de 12 traits sera effectué.
- un trait de chalut par station (soit autant de stations que de traits de chalut) ;
- en cas de difficulté à trouver suffisamment de stations propices au chalutage, plusieurs traits pourront éventuellement être réalisés sur la même station (dans la limite maximale de 3 traits en évitant de faire deux traits sur une même station le même jour) ;
- deux traits de chalut sont considérés sur la même station si la distance entre les deux traits est inférieure à 100 m, qu'ils soient dans la même zone haline et que les conditions hydromorphologiques soient semblables.

Des variables environnementales sont aussi relevées (température, salinité, conductivité, oxygène dissous au fond). Une norme AFNOR décrivant l'échantillonnage des poissons en estuaire à l'aide de chalut à perche est disponible.

Méthode d'analyse

Les captures de chaque trait de chalut sont traitées autant que possible à bord : identifications, mesures, pesées. Pour les très petits individus et les juvéniles, une conservation en vue d'un examen au laboratoire peut être nécessaire (glace ou possibilités de réfrigération, si besoin éviter le formol et préférer l'alcool).
- identification jusqu'à l'espèce ;
- mesures à la fourche (et au mm) pour les espèces ayant une fourche et longueur totale pour les autres espèces. En cas d'effectif supérieur à 30 individus, pour une espèce dans un trait, seul un échantillon (30 poissons pris au hasard) représentatif des tailles de l'ensemble du trait, est mesuré ; les individus surnuméraires étant uniquement comptés pour obtenir l'effectif global. En cas de très gros échantillon, un sous-échantillonnage est réalisé pour estimer l'effectif total de l'échantillon ;
- le poids total par espèce et par trait est noté. Pour les individus de plus de 50 g, le poids individuel est aussi relevé. En cas de traitement au laboratoire les poids individuels inférieurs à 50 g sont aussi notés.

Références

Lepage M, Girardin M., Bouju V., 2009. Inventaire Poisson dans les eaux de transition. Protocole d'échantillonnage pour les districts de la façade Atlantique et Manche. Version 3 du 06/04/2009. CEMAGREF, 29 p.

Norme NF T 90-71 Juillet 2021 : Qualité de l'eau - Echantillonnage au chalut à perche des communautés de poissons dans les estuaires.

Note : Faute de méthode, le protocole n'est pas mis en œuvre sur les eaux de transition méditerranéennes.

3.1.15. Poissons (eaux de transition - Guyane)

Protocole d'échantillonnage

Echantillonnage au chalut à perche :

La répartition des zones d'échantillonnage dans l'estuaire sera représentative de celui-ci. On s'attachera à répartir les traits de chalut à perche entre la zone la plus aval, une zone médiane et une zone plus amont, à l'intérieur de chaque masse d'eau de transition, de manière à obtenir une bonne distribution géographique des traits et à couvrir, le cas échéant, tous les secteurs de salinité présents soit les secteurs polyhalin, mésohalin et oligohalin.

Même si la masse d'eau de transition ne couvre pas les 3 zones de salinité évoquées ci-dessus, on s'attachera à l'échantillonner selon une répartition couvrant l'essentiel de sa superficie et de ses zones halines, ainsi que la majeure partie de ses habitats échantillonnables.

Le choix des stations est laissé à l'appréciation de l'équipe d'échantillonnage, tout en respectant les impératifs suivants :
- un trait de chalut par station (soit autant de stations que de traits de chalut) ;
- en cas de difficulté à trouver suffisamment de stations propices au chalutage, plusieurs traits pourront éventuellement être réalisés sur la même station (dans la limite maximale de 3 traits en évitant de faire deux traits sur une même station le même jour) ;
- deux traits de chalut sont considérés sur la même station si la distance entre les deux traits est inférieure à 100 m, qu'ils soient dans la même zone haline et que les conditions hydro morphologiques soient semblables ;
- les stations devront être réparties sur toutes les zones halines de l'estuaire (généralement 3 zones : poly-, méso- et oligohaline), de façon à obtenir au minimum 10 traits valides par zone haline ;
- dans le cas où une seule zone haline serait présente sur un estuaire, 15 traits de chalut répartis sur l'ensemble de la masse d'eau seront nécessaires pour la caractériser ;
- pour chaque zone haline, l'ensemble de la gamme des profondeurs sera échantillonné sans dépasser une profondeur de 15 mètres qui est considérée comme profondeur limite pour une bonne efficacité de l'engin de pêche.

Données complémentaires

Avant chaque trait :
- un relevé des paramètres physico-chimiques de l'eau sera effectué à proximité du fond, à savoir : température, salinité, conductivité, oxygène dissous.

Avant et pendant chaque trait :
- la salinité sera mesurée au fond (vérification de la zone - haline) ;
- les coordonnées de début et fin de chaque trait (fin de filage et début de virage) seront relevées au GPS, selon le référentiel WGS 84 (en degrés minutes et millièmes de minutes) ainsi que l'heure locale de départ et de fin du trait, le coefficient de marée et la vitesse moyenne de chalutage ;
- la profondeur moyenne sera aussi relevée.

La norme AFNOR NF T90-701 sur l'échantillonnage au chalut à perche des communautés de poissons dans les estuaires, et appliquée à tous les estuaires de la façade Manche Atlantique est disponible.

Méthode d'analyse

Identification jusqu'à l'espèce.

Mesures à la fourche (et au mm) pour les espèces ayant une fourche et longueur totale pour les autres espèces. En cas d'effectif supérieur à 30 individus, pour une espèce dans un trait, seul un échantillon (30 poissons pris au hasard) représentatif des tailles de l'ensemble du trait, est mesuré ; les individus surnuméraires étant uniquement comptés pour obtenir l'effectif global. En cas de très gros échantillon, un sous-échantillonnage est réalisé pour estimer l'effectif total de l'échantillon.

Le poids total par espèce et par trait est noté. Pour les individus de plus de 50 g, le poids individuel est aussi relevé. En cas de traitement au laboratoire les poids individuels inférieurs à 50 g sont aussi notés.

La Procédure Qualité EPBX_801_3 décrit les opérations de pêche et de traitement des captures sur laquelle est basée la méthode d'échantillonnage des poissons appliquée pour les estuaires de Guyane.

Références

Lepage, M., Girardin, M., & Bouju, V. (2008). Inventaire Poisson dans les eaux de transition. Mise à jour du protocole d'échantillonnage de la façade Atlantique et Manche. Procédure EPBX_801_3. Cemagref - groupement de Bordeaux.

Norme AFNOR : NF T90-71 Juillet 2021 - Qualité de l'eau - Echantillonnage au chalut à perche des communautés de poissons dans les estuaires.

3.2. Eléments physico-chimiques et chimiques

3.2.1. Température, salinité, transparence, oxygène dissous

Protocole d'échantillonnage

Les paramètres mesurés, de préférence in situ, en sub-surface (0-1 m) sont la température, la salinité, la turbidité. Les paramètres mesurés au fond de la colonne d'eau sont l'oxygène, la température et la salinité. Lorsque le matériel le permet, il est souhaitable d'effectuer un profil de ces trois paramètres sur l'ensemble de la colonne d'eau.

Pour les eaux de La Réunion et de Mayotte, les périodes et les fréquences ainsi que les horaires et les niveaux sont adaptés. L'ensemble est décrit dans le fascicule cité en référence.

Pour les eaux côtières de Méditerranée, l'oxygène dissous n'est pas mesuré (saturation). De même, la température n'est pas mesurée en l'absence de grille d'interprétation.

La turbidité est un paramètre qui peut être difficile à mesurer, notamment en contexte estuarien. Pour une même concentration en matières en suspension (g/L), différents capteurs peuvent donner des valeurs de turbidité distinctes (plafonds en NTU différents). Afin de pouvoir comparer les résultats, il convient d'indiquer la valeur de turbidité en NTU et la concentration en matière en suspension en mg/L associée.

Méthode d'analyse

Les mesures de température, salinité, turbidité et de l'oxygène sont effectuées in situ à l'aide de sondes (Daniel, 2009). Les mesures de salinité et de turbidité peuvent être toutefois effectuées sur échantillon au laboratoire dans des délais acceptables (Aminot et Kérouel, 2004).

Les sondes doivent faire l'objet d'opérations rigoureuses de métrologie (contrôle, vérification, étalonnage). Les capteurs de turbidité doivent être conformes aux spécifications de la norme NF EN ISO 7027-1 Août 2016 : Qualité de l'eau - Détermination de la turbidité - Partie 1 : méthodes quantitatives.

Pour les eaux de La Réunion et de Mayotte, la turbidité étant faible, la mesure est préconisée sur turbidimètre de paillasse et non in situ.

Références

Aminot A. et Kérouel R., 2004. Hydrologie des écosystèmes marins - Paramètres et analyses. Ed. Ifremer, 336 p.

Daniel A. (2009). Techniques de prélèvement hydrologique en milieu marin.
( https://prelevements-hydro.ifremer.fr/presentation.html).

GTs DCE La Réunion et Mayotte « Physico-Chimie et Phytoplancton » (2020). Fascicule technique pour la mise en œuvre des suivis « Paramètres Physico-Chimiques & Phytoplancton » des réseaux de contrôle de surveillance DCE dans l'océan Indien. Réf. R.RBE/DOI/2020-010.

https://archimer.ifremer.fr/doc/00168/27915/

3.2.2. Nutriments

Protocole d'échantillonnage

Localisation du prélèvement : le prélèvement est effectué en sub-surface (0-1 m) et :
- pour les eaux côtières de Manche et d'Atlantique, de préférence en dehors de la zone estran, à pleine mer plus ou moins deux heures ;
- pour les eaux côtières de Méditerranée, les mesures ne sont pas réalisées (mer à caractère oligotrophe) ;
- pour les lagunes méditerranéennes, de préférence dans la matinée ou en milieu de journée et hors période de vent ;
- pour les eaux côtières de Guadeloupe, de préférence dans la matinée ;
- pour les eaux de La Réunion et de Mayotte, les périodes et les fréquences ainsi que les horaires et les niveaux sont adaptés. L'ensemble est décrit dans le fascicule cité en référence ;
- pour les eaux de transition estuariennes, au centre du fleuve, à pleine mer plus ou moins deux heures.

Mode de prélèvement et de conservation : eau brute prélevée à l'aide d'une bouteille de prélèvement de type Niskin (Daniel, 2009).

Méthode d'analyse

Les nutriments inorganiques dissous (ammonium, nitrate, nitrite, orthophosphate, orthosilicate) et les nutriments dissous totaux (azote total dissous et phosphore total dissous) sont dosés de préférence en flux continu selon les méthodes décrites par Aminot et Kérouel (2007) ou de façon « manuelle » selon les méthodes décrites par Aminot et Kérouel (2004). Ces méthodes ont fait l'objet de fiches méthodes AQUAREF ( http://www.aquaref.fr).
- pour les eaux littorales des Antilles, les nutriments inorganiques dissous (ammonium, nitrate, nitrite, orthophosphates) sont dosés.

Références

Aminot A. et Kérouel R. (2004). Hydrologie des écosystèmes marins - Paramètres et analyses. Ed. Ifremer, 336 p.

Aminot A. et Kérouel R. (2007). Dosage automatique des nutriments dans les eaux marines : méthodes en flux continu. Ed. Ifremer, 188 p.

Daniel A. (2009). Techniques de prélèvement hydrologique en milieu marin.

( https://prelevements-hydro.ifremer.fr/presentation.html).

https://archimer.ifremer.fr/doc/00168/27915/

3.2.3. Eléments chimiques dans les eaux littorales

En ce qui concerne le suivi sur matrice mollusques et sédiments, il convient de se conformer à la version la plus récente du guide Aquaref relatif à l'échantillonnage en milieu marin pour les paramètres chimiques disponible sur le site Aquaref.

En ce qui concerne le suivi par échantillonneurs intégratifs passifs, il convient de se référer à la dernière version du document Aquaref relatif aux échantillonneurs passifs disponible sur le site Aquaref (recommandations techniques portant sur les opérations d'échantillonnage par échantillonneurs intégratifs passifs en cours d'eau et eau littorale dans le cadre des programmes de surveillance DCE) et à la note ministérielle relative à la surveillance par Echantillonneurs Intégratifs Passifs (EIP) qui y est rattachée.

Il convient de souligner que d'autres documents de méthodes sont aussi disponibles pour les DGT. Ces derniers ont été élaborés dans le cadre du projet européen Monitool :
- guide des bonnes pratiques pour l'utilisation des DGTs. Echantillonnage des métaux dans les eaux de transition et côtières par la technique du Gradient de diffusion en couche mince (DGT). Projet MONITOOL Ce guide préconise le déploiement d'un triplicat DGT ;
- des tutoriels sont également accessibles sur le site CCEM en complément des formations aux échantillonneurs passifs et aux documents méthodologiques existants : Echantillonneurs passifs - Contamination chimique des écosystèmes marins.

Note. Pour les eaux de La Réunion et de Mayotte, les suivis sur la matrice « eau » sont réalisés via la technique des échantillonneurs passifs. A La Réunion, des suivis sont également réalisés sur le « biote » et pour Mayotte ce sont des suivis « sédiments ».

Références

GTs DCE La Réunion et Mayotte « Contaminants chimiques » (2019). Fascicule technique pour la mise en oeuvre du réseau de contrôle surveillance DCE « Contaminants Chimiques ». Réf. R.RBE/DOI/2019-006.

https://archimer.ifremer.fr/doc/00168/27914/

https://www.aquaref.fr/system/files/Guide_Echantillonnage_Milieu_Marin_…

https://www.aquaref.fr/system/files/2021-Guide_EIP_echantillonnage-VF_0…

https://ccem.ifremer.fr/Actualites/Echantillonneurs-passifs

3.3. Eléments hydromorphologiques pour les eaux littorales métropole et outre-mer

3.3.1. Hydromorphologie (hors bassin Rhône Méditerranée Corse)

La surveillance hydromorphologique pour les eaux littorales se focalise sur le suivi des pressions anthropiques.